Evaluación de tres niveles de nitrógeno en medio cultivo, en las fases de enraizamiento in vitro y adaptación a sustrato de Rubus glaucus (BENTH)
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Resumen
Palabras Clave
Rubus glaucus (Benth), cultivo in vitro, enraizamiento, adaptación a sustrato, nitrógeno. Rubus glaucus (Benth), in vitro culture, rooting, substrate adaptation, nitrogen.
Citas
Asadi, A., M. Vedadi, C. Rahimi y B. Naserian. 2009.
Effect of plant growth hormones on root and shoot regeneration in Rose (Morrasia) under invitro conditions.
Björkman, O. y B. Demming. 1987. Photon yield of o2 evolution and chlorophyill fluorescence characteristics at 77 k among vascular plants of diverse origin. Planta, New York, 170: 489-504.
Centro Agrícola de Quito (CAQ). 1992. Manual técnico del cultivo de la mora de castilla. Convenio C.A.F., págs. 3-11.
Cerrillo, R., R. Maldonado y D. Ariza. 2004. Fluorescencia de la clorofila en cinco procedencias de pinus halepensis mill y su respuesta a estrés hídrico. Cuad. Soc. Esp. Cie. For., 17: 69-74.
Hyndman, S., P. Hasegawa y R. Bressan. 1982. The role of sucrose and nitrogen in adventitious root formation on culture rose shoots. Plant Cell Tissue Organ Cult, 1(2): 29-38.
Ledin, B. 1955. Rubus trials in South Florida, págs. 272-274. Florida StateHorticultural Society. SubTropical experiment Station.
Luna, C., J. Tarragó, P. Sansberro y L. Mroginski. 2004. Enraizamiento in vitro de Ilex dumosa. Universidad Nacional del Nordeste, Facultad de Ciencias Agrarías, Instituto de Botánica del Nordeste. Comunicaciones y Científicas, resumen: A015.
Ma, Y., D. Byrne y J. Chen. 1996. Propagation of rose species in vitro. In vitro cell. Dev. Biol-Plant, 32: 103-108.
Marulanda, M., M. Carvajalino y H. Vento. 2000. Establecimiento y multiplicación in vitro de plantas seleccionadas de rubus glaucus benth para el departamento de risaralda. Actual Biol, 22(73): 121-129.
Pati, P., S. Prasad, M. Sharma, A. Sood y P. Ahuja. 2005. In vitro propagation of rose a review. Biotechnology advances. Science Direct, págs. 95-111.
Programa fitosanitario para el agro para la mitigación de barreras técnicas del acceso al mercado de EEUU (PROFIAGRO). 2007. Estudio de factibilidad de mora. Quito-Ecuador, págs. 5-22.
Raisman, J. y A. González. 2008. Reproducción asexual (en línea). República de Argentina, Universidad Nacional del Noroeste. Facultad de Agroindustrias. Hipertextos del área de biología, URL ?http://www.biologia.edu.ar/ reproduccion/asexual.htm?.
Ramírez, A. y A. Angarita. 1990. Estudios preliminares para la propagación clonal in vitro de mora (rubus glaucus l.). Agron. Colomb, 7(1-2): 17-25.
Salek, M. y A. Tarinejad. 2011. In vitro multiplication of rose (rose hybrida cv. baccara). AmericanEurasian J. Agric. & Environ. Sci., 11(1): 111-116.
Wu, J., S. Miller, H. Hall y P. Mooney. 2009. Factors affecting the efficiency of micropropagation from lateral buds and shoot tips of rubus. Plant Cell Tiss Organ Cult, 99: 17-25.
Zanandrea, I., M. Bacarin, D. Schmitz, E. Bolacel y J. Peters. 2006. Chorophyll fluorescence in vitro cultivated apple. Bras. Agrociencia, Pelotas, 12(3): 305-308.
Zarco, P., J. Miller, G. Mohammed, T. Noland y P. Sampson. 2000. Utilización de moelos de reflectancia como nexo entre muestras foliares y la cobertura forestal: aplicación a datos espectrales. Center for research in Earth and Space Science (CRESS). York University, Toronto, Ontario, Canadá.
Zarco, P., J. Miller, G. Mohammed, T. Noland y P. Sampson. 2001. Estimación del contenido clorofílico en coberturas con estructura caducifolia y conífera mediante inversión de modelos de transferencia radiativa y datos hiperespectrales. Teledetección, Medio ambiente y Cambio Global (2001), págs. 160-164.